АМФК у головному мозку: роль у регуляції метаболізму глюкози в нейронах | Ukrainian Medical Journal

Аденозинмонофосфатактивована протеїнкіназа (АМФК) функціонує як інтегративний метаболічний сенсор, що підтримує енергетичний баланс на клітинному рівні та відіграє важливу роль у координації міжтканинної передачі метаболічних сигналів. АМФК переважно регулює виживання клітин, метаболізм і клітинний гомеостаз, а також активується у відповідь на різні метаболічні стреси. Хоча результати досліджень свідчать про зв’язок шляху АМФК з нейродегенерацією і патологією центральної нервової системи, механізми цього зв’язку залишаються незрозумілими. Повідомлялося про порушення регуляції АМФК при нейродегенеративних захворюваннях, таких як бічний аміотрофічний склероз, розсіяний склероз, хвороба Альцгеймера, хвороба Паркінсона, хвороба Хантінгтона та інші нейропатії. Активація АМФК може зумовлювати як нейропротекторну, так і проапоптотичну дію, що, ймовірно, залежить від типу нервових клітин, характеру ураження, а також інтенсивності й тривалості її активації. Хоча ембріональний розвиток головного мозку у мишей з блокованою АМФК відбувається без очевидних структурних аномалій, наше нещодавнє дослідження виявило значущий вплив втрати АМФК на головний мозок у постанатальний період і під час старіння. Результати досліджень вказують на те, що делеція АМФК у нейронах призводить до підвищення базальної нейронної збудливості та зменшення тривалості латентного періоду до нападу після стимуляції. Утилізація глюкози в головному мозку відбувається завдяки трьом основним шляхам — гліколізу, пентозофосфатному шунту та обміну глікогену. Наразі необхідне додаткове обговорення ролі АМФК-опосередкованої регуляції аеробного гліколізу в метаболізмі астроцитів, зокрема обігу глікогену і перенесення лактату, який утворюється з глюкози та глікогену, від астроцитів до нейронів під час активації. У цьому мініогляді ми зосереджуємося на останніх відкриттях у вивченні АМФК та вимірюванні енергетичних параметрів головного мозку.

Підготовлено за матеріалами: R. Muraleedharan, B. Dasgupta (2022) AMPK in the brain: its roles in glucose and neural metabolism. FEBS J., 289(8): 2247–2262. doi: 10.1111/febs.16151.

Вступ

Аденозинмонофосфатактивована протеїнкіназа (АМФК) функціонує як загальний енергетичний сенсор та інтегратор сигналів поживних речовин і гормонів у головному мозку [1]. Активність АМФК на системному рівні пов’язана з різними захворюваннями людини, такими як інсульт, ураження міокарда, артеріальна гіпертензія, атеросклероз, цукровий діабет та ожиріння, а також, ймовірно, сприяє захисту, що забезпечується обмеженням калорій [2]. Фосфорилювання рецептора гамма-аміномасляної кислоти (ГАМК) (B) під впливом АМФК у нейронах опосередковує нейрозахист після ішемічного інсульту [3]. Дослідження на модельних організмах показали, що АМФК регулює клітинну структуру і полярність, поділ клітин, а також нормальний ріст і розвиток [4, 5]. Втрата функції АМФК спричиняє нейродегенерацію у дрозофіл [6, 7], причому АМФК мух вочевидь необхідна для підтримки геномної цілісності нейронних попередників, а також структури і функції зрілих нейронів [4]. У мишей АМФК забезпечує захист нейронів гіпокампа від метаболічних, ексайтотоксичних і окиснювальних пошкоджень [8].

Подовження тривалості життя — ще одна галузь, у якій активно вивчають роль АМФК. Досі не з’ясовано, чи нейрональна активність АМФК у головному мозку є необхідною і достатньою для підтримки загального стану здоров’я та довголіття. Виявилося, що для кількох модельних організмів, таких як дріжджі, хробак C. elegans та Drosophila, активність АМФК необхідна для збільшення тривалості життя [9, 10]. У зв’язку з цим слід зазначити, що поліфенол ресвератрол, який активує АМФК у нейронах ссавців [11], забезпечує збільшення як середньої, так і максимальної тривалості життя і сповільнення залежного від віку зниження рухової активності та когнітивної діяльності в головному мозку короткоживучих риб Nothobranchius furzeri [12]. Крім того, застосування бігуаніду метформіну, який опосередковано активує АМФК, також зумовило збільшення тривалості життя мишей [13]. Однак враховуючи численні АМФК-незалежні ефекти бігуанідів, невідомо, чи був цей ефект пов’язаний виключно з активацією АМФК. У дослідженнях також відзначали зниження активності АМФК, пов’язане зі старінням [14]. Однак залишається незрозумілим, чи є це зниження супутнім або причинним фактором у процесі старіння.

Зміни рівнів глюкози та ліпідів у крові регулюються центральною нервовою системою. Коливання рівня глюкози можуть впливати на електричний потенціал нейронів гіпоталамуса, що спричиняє їх активацію / інгібування, регулюючи харчову активність [15]. Дугоподібне ядро містить нейрони, які реагують на коливання рівня глюкози.

Вони поділяються на два типи: агутизв’язаний пептид / нейропептид Y (AgRP/NPY), які активуються низьким рівнем глюкози та чинять орексигенну дію, та нейрони проопіомеланокортину (ПОМК), які стимулюються високою концентрацією глюкози і спричиняють анорексигенну відповідь [16]. Відсутність АМФК у нейронах ПОМК у мишей призводить до ожиріння внаслідок зниження швидкості метаболізму та порушення механізмів споживання їжі. Навпаки, у мишей з відсутньою АМФКα2 у нейронах AgRP відмічали залежний від віку фенотип стрункості із підвищеною чутливістю до агоніста меланокортину [17]. Результати цих значущих досліджень підкреслюють важливість АМФК для регуляції енергетичного гомеостазу та сприйняття глюкози нейронами ПОМК та AgRP.

Існують значні розбіжності в думках щодо ролі ферменту АМФК та його субодиниць в енергетичному метаболізмі різних органів. Наші неопубліковані спостереження вказують на унікальне й важливе значення АМФК для клітин нейроектодермального походження порівняно з клітинами мезодермального походження. Щоб дослідити роль АМФК у головному мозку гризунів, нещодавно ми створили модель миші з блокадою нервових стовбурових клітин, астроцитів або постанатальної нейронспецифічної АМФК [18]. У цьому мініогляді ми підсумуємо дані щодо ролі АМФК у метаболізмі нейронів, зокрема в контексті наших нещодавніх спостережень.

Структура АМФК

Спочатку АМФК визначена як регулятор двох ключових метаболічних ферментів, ацетил-КоА-карбоксилази (АКК) і ГМГ-КоА-редуктази (ГМГР), які регулюють синтез жирних кислот і стеринів відповідно [19, 20]. Подальші дослідження показали, що АМФК виконує функцію сенсора клітинної енергії. АМФК експресується як гетеротримерний комплекс, що складається з каталітичних α-субодиниць та регуляторних β- і γ-субодиниць [21, 22]. У плодової мухи Drosophila melanogaster кожна субодиниця α-, β- і γ-ортолога АМФК кодується окремим геном [23, 24]. У ссавців гени PRKAA1 і PRKAA2 кодують каталітичні субодиниці α1 і α2, PRKAB1 і PRKAB2 кодують регуляторні субодиниці β1 і β2, а PRKAG1, PRKAG2 і PRKAG3 кодують регуляторні субодиниці γ1, γ2 і γ3 [25]. N-кінець α-субодиниці містить каталітичний домен, а також сайт фосфорилювання для кіназ, які регулюють її активність [26].

Субодиниці γ є регуляторними субодиницями зв’язування нуклеотидів, що зв’язують аденозинмонофосфат (АМФ) / аденозиндифосфат (АДФ). Наявні біохімічні й структурні дані вказують на те, що С-кінець β-субодиниці, що взаємодіє із субодиницями α і γ, є невід’ємною частиною активного комплексу АМФК. Окрім з’єднання α- та γ-субодиниць, β-субодиниці також виконують регуляторну роль, спрямовуючи комплекс АМФК до специфічних субстратів у певних субклітинних компартментах [27]. Незважаючи на можливість утворення всіх 12 гетеротримерів, експресія гетеротримерів АМФК залежить від типу тканини [28]. Слід підкреслити, що оптимальна комбінація в цій тканині (або типі клітин у тканині) є динамічною і може змінюватися на іншу у відповідь на зміни клітинної фізіології. Крім того, між видами відмічаються значні відмінності в оптимальному складі трьох субодиниць. Виявлено, що в мишачих нейронних стовбурових клітинах / клітинах-попередниках переважає комплекс АМФК, що містить β₁-субодиницю, при цьому в диференційованих нейронних клітинах, таких як нейрони та астроцити, може відбутися зміна на рівнозначний комплекс, що містить β₁ та β₂ (неопубліковані дані). Наразі невідомо, чи варіює експресія ізоформ АМФК залежно від фізіологічного або патологічного стану та чи впливає це на структуру комплексу АМФК, його локалізацію в клітині чи вибір субстрату.

Останнім часом відзначають значний прорив у вивченні структури АМФК. Фундаментальні дослідження лабораторій Гембліна і Карлінга (Gamblin and Carling) значно розширили знання про структуру α2β1γ1-комплексу [29, 30]. Субодиниця α кодує N-кінцевий домен протеїнкінази та С-кінцевий регуляторний домен. С-кінцева частина β-субодиниці діє як каркас, взаємодіючи з γ-субодиницею та С-кінцевою ділянкою α-субодиниці. β₁– і β₂-субодиниці, які мають майже однакову довжину, є найменшими з трьох субодиниць АМФК. Їхній N-кінець містить гнучкий сайт міристилювання, багатий на гліцин. Субодиниці β також містять модуль зв’язування вуглеводів (carbohydrate-binding module — CBM). Усі три γ-субодиниці містять 4 домени цистатіонін-b-синтази (cystathionine-b-synthase — CBS), які беруть участь у зв’язуванні нуклеотидів. CBS-модулі γ-субодиниць містять сайти зв’язування для АМФ, АДФ і аденозинтрифосфату (АТФ). Докладна інформація щодо структури та механізмів регулювання АМФК міститься в якісних оглядах [31, 32].

Система передачі сигналів АМФК

Назва АМФК походить від її алостеричної активації молекулою 5’-АМФ [20]. За відсутності АМФ автоінгібіторний домен АМФКα утримує кіназу в неактивній конформації.

При збільшенні клітинного відношення АМФ:АТФ відбувається зв’язування АМФ або АДФ із γ-субодиницями. Ця взаємодія спричиняє активацію АМФК через три механізми: (а) алостеричну активацію, що виникає внаслідок конформаційної зміни в каталітичних α-субодиницях, що (б) забезпечує можливість таким кіназам, як LKB1 [33], кальцій / кальмодулінзалежна протеїнкіназа (CaMKKβ) [34] або трансформуючий фактор росту бета (ТФР-β)-активована кіназа (TAK1) [35, 36], фосфорилювати субодиниці α_1/2 на T172 [20], а також (в) шляхом захисту від дефосфорилювання T172 під впливом фосфатаз [37]. Результати нещодавнього дослідження, які потребують подальшого підтвердження, вказують на те, що один механізм активації АМФК, який не залежить від АМФ чи АДФ, базується на здатності альдолази визначати відсутність фруктозо-1,6-бісфосфату (ФБФ) [38]. Після того як було вперше встановлено, що глюкозне голодування активує АМФК, цей підхід набув широкого застосування в роботі з культивованими клітинами [39]. Під час глюкозного голодування відбувається зміна конформації комплексу v-АТФаза-регулятор, яка полегшує докінг AXIN/LKB1 для активації АМФК [40]. Дослідження природних лігандів сайту алостеричного препарату і метаболіту (ADaM) показало, що ефіри довголанцюгових жирних кислот (ДЛЖК-КоА) є природними лігандами для АМФК, а їхнє зв’язування сприяє активації АМФК [41].

Інші неканонічні механізми регуляції АМФК включають інгібіторне фосфорилювання АМФКα1/α2 на Ser487/491 за участю протеїнкінази A (PKA) [42–44]. Активація АМФК також відбувається у відповідь на пошкодження ДНК та/або реплікативний стрес або іонізуюче випромінювання [45–47]. Хоча дані in vivo дещо обмежені, існує припущення, що інгібування репарації ДНК і променева терапія можуть взаємно посилювати ефекти, якщо їх поєднати з інгібітором АМФК. Нарешті у складі комплексу АМФК є кілька інших сайтів зв’язування ліганду, фізіологічна роль яких потребує детального вивчення. Ізоформи АМФКβ містять сайт зв’язування глікогену, розташований на модулі зв’язування β-вуглеводів (β-CBM), що, як відомо, забезпечує стабілізацію АМФК in vivo [48–51]. В одному дослідженні повідомлялося, що фактор росту ендотелію судин (ФРЕС) стимулює активацію АМФК у культивованих ендотеліальних клітинах через Ca2+/CaMKK2-залежний механізм [52]. Також повідомлялося, що Unc-51-подібна кіназа, що активує автофагію (ULK1), фосфорилює Ser108 на АМФК-β₁, що може являти собою ще один механізм позитивного зворотного зв’язку [53].

Після активації АМФК сприяє підвищенню синтезу АТФ, фосфорилюючи білки катаболічних шляхів, і одночасно інактивує білки анаболічних шляхів. Деякі з найважливіших субстратів АМФК представлені на рис. 1.

Рисунок 1. Активація і субстрати АМФК

Дві основні вихідні кінази, LKB1 і CAMKKb, активують АМФК шляхом фосфорилювання у відповідь на зростання внутрішньоклітинних рівнів АМФ / АДФ або кальцію. Активована АМФК впливає на низку субстратів безпосередньо чи опосередковано, сприяючи збільшенню поглинання глюкози та активації гліколізу. Фосфорилюючи АКК, TSC2 і RAPTOR, АМФК негативно регулює біосинтез жирних кислот і білків, контрольований mTOR. Тут представлено деякі з найбільш вивчених метаболічних процесів, регульованих АМФК. Хоча виявлено чимало нових субстратів АМФК, на рис. 1 зображено лише деякі. Напрямок стрілки вказує, чи фосфорилювання активує чи інгібує функцію цільового білка.

Роль АМФК у розвитку та функціонуванні нервової системи

Попри очевидну необхідність жорсткого регулювання енергетичного метаболізму головного мозку для підтримки функції нейронів і когнітивної функції, молекулярні механізми цього процесу досі неповністю вивчені. Для вивчення ролі АМФК у різних тканинах, включно з головним мозком, були створені трансгенні та нокаутні миші з делеціями різних субодиниць АМФК. Також встановлено, що відсутність активності АМФК у дрозофіл призводить до загибелі ембріонів [4]. В одному з досліджень блокада АМФК, індукована з використанням системи ey-Flp, спричинила швидку нейродегенерацію та дегенерацію сітківки [7]. У дослідженні генетичної втрати функції, де за допомогою Emx1-Cre видалені субодиниці АМФКα₁ і α₂, встановлено, що для розвитку нейронів активність АМФК не потрібна [54]. Emx1 експресується на ранній стадії кортикального розвитку в дорсальній частині кінцевого мозку, звідки нейронні попередники дають початок проєкційним нейронам. Отже, мішенню Emx1-cre є більшість кортикальних нейронів дорсального походження, при цьому вплив на нейрони вентрального походження майже відсутній. Насправді кортикальні інтернейрони, що мігрують тангенціально від медіального гангліонарного горбика вентральної частини кінцевого мозку, не експресують Emx1, тому активність АМФК у цих інтернейронах, ймовірно, не зміниться.

У цьому дослідженні відзначали зменшення товщини кори у новонароджених з АМФКα₁–/–; α₂ lox/lox; Emx1-cre на 3-й день після народження, причому причина цього залишається невідомою. Також встановлено, що надмірна активація АМФК під час критичної фази розвитку нейронів інгібує поляризацію, фосфорилюючи KIf5 і порушуючи транспорт кінази PI3 у зростаючих аксонах [55]. Слід зазначити, що активація сигналів енергетичного стресу та АМФК пригнічує розвиток нейронів на багатьох етапах, зокрема на етапах подовження аксонів, росту дендритів і арборизації [56]. Для розв’язання проблеми відсутності структурного фенотипу в головному мозку мишей з відсутньою АМФК ми провели всебічний аналіз шляхом видалення субодиниць АМФКβ₁ і β₂ за допомогою глобальної Cre-рекомбінази, специфічної для попередників нервових стовбурових клітин (Nestin-Cre), постнатальної нейронспецифічної Cre-рекомбінази (Thy1-Cre) та астроцитспецифічної індукованої Cre-рекомбінази (GFAP-Cre ER) [14]. У цих тварин не виявили помітних порушень структурної цілісності кори. Однак поки що невідомо, чи наявні певні функціональні дефіцити в такому головному мозку. Крім того, блокада генів за допомогою системи Cre-Lox нечасто буває ефективною на 100%.

Тому складно визначити, чи залишкової активності АМФК у тварин з блокадою АМФКβ₁ lox/lox; β₂–/–; Nestin-Cre, якою б малою вона не була, достатньо для нормального розвитку ембріонального мозку.

За своєю сутністю нейрозахист спрямований на підтримку цілісності та функціональності нейронів. Наразі не зовсім зрозуміло, чи є активація АМФК, яка відмічається при нейродегенеративних захворюваннях, корисною чи шкідливою. Активність АМФК, ймовірно, чинить як нейропротекторний, так і проапоптотичний вплив, що залежить від підтипу нейронів, природи ураження та від інтенсивності й тривалості активації АМФК. Наприклад, активація АМФК під впливом метаболіту пуринового шляху AICAR сприяла підвищенню виживання нейронів гіпокампа у відповідь на голодування, хімічну ішемію та вплив глутамату. В одному дослідженні видалення субодиниць АМФК α₁/α₂ призвело до втрати сприятливого ефекту AICAR [8]. В іншому дослідженні протидіабетичний бігуанід метформін, який також активує АМФК шляхом інгібування мітохондріального комплексу I, чинив нейропротекторний вплив при апоптозі первинних коркових нейронів щурів, індукованому етанолом [57]. Слід зазначити, що як AICAR, так і метформін виявляють багато ефектів, що не залежать від АМФК [58], і наразі невідомо, чи ці ефекти на нейрони є результатом активації АМФК. Наприклад, при високій концентрації AICAR виявляється дуже токсичним для первинних нейронів in vitro — ефект, що, ймовірно, не залежить від активації АМФК (неопубліковане спостереження). На відміну від наведених вище досліджень, ми відзначили, що активація АМФК сприяє загибелі різних типів клітин, включно із нейронами, а інгібування АМФК виявляє захисний ефект на нейрони в умовах впливу низки стресогенних факторів [59–61]. Наприклад, видалення субодиниці АМФК α₂ зумовило нейропротекторний ефект і зменшення ішемічного пошкодження на моделі інсульту у мишей з оклюзією середньої мозкової артерії (ОСМА) [59]. Інгібування АМФК як нейропротекторна стратегія, ймовірно, є ефективним поза межами центральної нервової системи, оскільки нещодавнє дослідження виявило, що умовна делеція АМФК у нейронах дорсальних корінцевих гангліїв (ДКГ) стимулює регенерацію сигнальних шляхів і ріст аксонів після пошкодження сідничного нерва [62]. Гіперактивація АМФК у диференційованих первинних нейронах призвела до зниження пре- та постсинаптичних маркерів, зменшення кількості синапсів і втрати функціональності нейронних мереж [63]. Потенційними субстратами АМФК визнані білки нейронального цитоскелета, такі як актин, тубулін і нейрофіламент [64]. Одне зауваження полягає в тому, що хоча нове покоління активаторів АМФК, таких як A769662, GSK690693, MK8722, STO609 і саліцилат, а також інгібітор SBI0206965 є відносно селективними порівняно з такими препаратами, як AICAR і бігуаніди, специфічність АМФК залишатиметься під питанням, поки результати, отримані за допомогою цих засобів, не будуть підтверджені генетичними методами.

Глюкоза транспортується в головний мозок і з нього через ендотеліальні мембрани за допомогою сімейства транспортерів глюкози (GLUT), при цьому GLUT1 локалізується в ендотелії та астроцитах, а GLUT3 та GLUT4 [71] — у нейронах [72]. Члени сімейства GLUT, серед яких GLUT1–4 є найбільш вивченими, транспортують глюкозу вниз по градієнту концентрації [73]. GLUT1, що у великій кількості наявний в ендотеліальних клітинах гематоенцефалічного бар’єра, виконує функцію обмеження швидкості проникнення глюкози в головний мозок [74]. Потрапивши в клітину, глюкоза може слідувати одним з трьох шляхів: (а) транспортування назад у позаклітинну рідину та кров, (б) перетворення на сорбіт або (в) фосфорилювання під впливом гексокінази, що призводить до утворення глюкозо-6-фосфату (Glc-6-P), першого незворотного етапу гліколізу. Glc-6-P може мати різні шляхи метаболізму: (а) продовження гліколізу, (б) потрапляння в пентозофосфатний шлях, (в) використання в якості попередника для багатьох сполук, таких як амінокислоти (серин, гліцин, аланін, глутамін), нейромедіатори та нейромодулятори (глутамат, ГАМК, аспартат, d-серин, гліцин, ацетилхолін) або складні вуглеводи, які є компонентами гліколіпідів і глікопротеїнів, а також (г) зберігання у вигляді глікогену. Метаболізм глюкози підлягає суворій регуляції, а напрямки потоків змінюються залежно від фізіологічного стану організму.

Враховуючи, що гіпоксія, гіпоглікемія та виснаження АТФ стимулюють АМФК, проведено широке дослідження ролі АМФК в активації транспортерів глюкози (GLUT). Наприкінці 1990-х років встановлено, що скорочення м’язів під час фізичних вправ або електричної стимуляції підвищує активність АМФК і поглинання глюкози в скелетних м’язах [75–77]. Згодом було з’ясовано, що активність АМФК сприяє збільшенню поглинання глюкози в міокарді під час ішемії та гіпоксії, спричиняючи транслокацію GLUT4 на поверхню кардіоміоцитів [78]. АМФК-опосередковане фосфорилювання TBC1D1 на Thr 596 посилює транслокацію GLUT4 і поглинання глюкози [79]. Також виявлено, що фосфорилювання фосфоліпази D1 (PLD1) під впливом АМФК опосередковано підвищує поглинання глюкози [80]. Нарешті, у мишей з блокадою специфічних для м’язів АМФКβ₁β₂ відзначено зниження фізичної здатності, вмісту мітохондрій у м’язах і споживання глюкози, стимульованого скороченням [81]. Незважаючи на відсутність переконливих даних in vivo, нещодавнє дослідження, де використовували мишачі ембріональні фібробласти (МЕФ) від мишей з подвійною блокадою АМФК α₁ α₂, підтвердило, що АМФК безпосередньо фосфорилює та розщеплює TXNIP, у такий спосіб стабілізуючи та посилюючи транслокацію GLUT1 через плазматичні мембрани і збільшуючи поглинання глюкози [82]. Подібний механізм відмічається для GLUT4, де АМФК фосфорилює TBC1D1, що викликає від’єднання TBC1D1 від внутрішньоклітинних накопичувальних везикул GLUT4 (GSV), у такий спосіб сприяючи транспортуванню GLUT4 у плазматичну мембрану [83].

Останніми роками роль АМФК у головному мозку стала предметом активних обговорень. Дослідження функціональної активності показало, що гіпоталамічна АМФК впливає на споживання їжі та витрати енергії [65, 66]. Крім того, встановлено, що інгібування гіпоталамічної АМФК необхідне для забезпечення впливу лептину на споживання їжі та масу тіла. Шлях АМФК координує свою відповідь на анорексигенні та орексигенні сигнали, що надходять від гормонів і поживних речовин [66]. Подібним чином вірусна експресія активованої АМФК в гіпоталамусі спричинила збільшення споживання їжі [67]. Нарешті, генетична делеція активності АМФКα₂ у нейронах AgRP зумовила залежний від віку фенотип стрункості, що узгоджується із запропонованою роллю АМФК у гіпоталамусі [17]. В іншому дослідженні на мишачій моделі хвороби Хантінгтона відмічали переміщення α₁-субодиниці АМФК в ядро смугастих нейронів і посилення токсичності [68]. Результати основних досліджень свідчать про те, що хоча активна передача сигналів АМФК необхідна для нормального функціонування нейронів, надмірна і тривала активація АМФК чинить на них шкідливий вплив. Про наслідки делеції АМФК у зрілих нейронах відомо дуже мало. У нашому недавньому дослідженні отримано генетичні докази того, що АМФК регулює енергетичний метаболізм нейронів у дорослих ссавців і мух шляхом стимулювання гліального гліколізу і вироблення лактату. Ми встановили, що дефіцит АМФК в астроцитах або нервових стовбурових клітинах ссавців або глії мух негативно впливає на життєздатність нейронів неклітинно-автономним способом [18]. Виявлено, що делеція АМФК у нейронах призводить до підвищення базальної нейронної збудливості та зменшення тривалості латентного періоду до нападу після ін’єкції каїнової кислоти. Ці результати можна пояснити нерегульованою активністю mTORC1 у АМФК-дефіцитних нейронах, що узгоджується з попередніми дослідженнями на нокаутних мишах із КТС [69]. Результати нашого аналізу вказують, що зменшення кортикального розміру у старих мишей зі специфічною для нервових стовбурових клітин делецією АМФК було спричинено переважно втратою нейронів, оскільки кількість гліальних клітин залишалася майже незмінною. У зразках головного мозку цих мишей виявлено реактивний астрогліоз, що вказує на наявність кортикальної патології [18, 70], хоча її природа залишається невідомою.

Сигнальний шлях АМФК і його роль у регуляції метаболізму глюкози в головному мозку

Глюкоза є незамінним субстратом для головного мозку, що забезпечує виконання низки життєво важливих метаболічних і неметаболічних функцій. Головна роль глюкози в головному мозку дорослої людини полягає у виробництві АТФ, але вона також необхідна для синтезу молекул, що забезпечують передачу сигналів, управління оксидативним стресом і підтримку мозкової структури.

Механізми, за допомогою яких АМФК регулює метаболізм глюкози в головному мозку, є предметом обговорення. Наші дослідження з використанням 1H-спектроскопії показали, що блокада АМФК, специфічна для нервових стовбурових клітин, зумовлює зниження загального рівня лактату в головному мозку миші [18]. У цих зразках головного мозку також виявлено зниження рівня інших метаболітів, таких як креатинін, фосфокреатин, міоінозитол, глутамат і аланін [18]. Проте молекулярні механізми, які пов’язують втрату АМФК зі зниженням рівнів цих метаболітів, ще потребують подальшого дослідження. Результати нашого дослідження також свідчать про те, що АМФК сприяє гліколізу в астроцитах шляхом захисту і сприяння поверхневій транслокації транспортера глюкози GLUT1, а також шляхом збільшення транскрипції GLUT1. За відсутності АМФК відмічали зниження рівня мРНК та білка GLUT1, а також секвестрування GLUT1 всередині клітин, подалі від плазматичної мембрани [18]. Останній ефект зумовлений відсутністю АМФК-опосередкованого фосфорилювання і підвищеною стабільністю TXNIP, який секвеструє та переносить GLUT1 в ендосоми для лізосомальної деградації (рис. 2). McClory та співавтори [84] використали аналіз біотинілювання для дослідження локалізації GLUT3 у кортикальних нейронах і виявили, що близько 4% GLUT3 локалізується на поверхні клітини. Слід зазначити, що короткий вплив глутамату на нейрони гранул мозочка значно підвищує експресію GLUT3 на поверхні нейронів. Поверхнева експресія GLUT3 зростала завдяки АМФК, оскільки інгібування АМФК внаслідок блокади чи фармакологічного інгібування зупиняло відповідь GLUT3 на глутамат [85]. Подібним чином в іншому дослідженні синаптична активність зумовила зростання поверхневої експресії Glut3, що призвело до підвищення внутрішньоклітинного рівня глюкози. Цей ефект був заблокований за допомогою інгібітора Akt I (Akt-I) та пригнічення нейрональної синтази оксиду азоту (nNOS) [86]. У нещодавньому дослідженні повідомлялося про активацію Akt у фібробластах миші під впливом АМФК за різноманітних стресових умов [87]. Залишаються невизначеними відносні ролі АМФК і Akt в цьому процесі, а також питання, чи АМФК регулює Akt-опосередковане поглинання глюкози залежно від конкретних умов. Нарешті, ми разом з іншими авторами встановили, що обмеження глюкози стимулює сигнальний шлях АМФК / CREB1 у пухлинах головного мозку та ракових клітинах, що, своєю чергою, сприяє підвищенню рівня транспортера глюкози, імпорту глюкози та активації гліколізу [88].

Рисунок 2. Енергетичний метаболізм астроцитів і нейронів

В астроцити глюкоза потрапляє через GLUT1. АМФК безпосередньо фосфорилює і розщеплює TXNIP, у такий спосіб збільшуючи транслокацію GLUT1 і сприяючи поглинанню глюкози. Потім під впливом гексокінази відбувається фосфорилювання глюкози до глюкозо-6-фосфату (G6P). Після цього G6P спрямовується на гліколітичний і пентозофосфатний шлях. АМФК може фосфорилювати та активувати 6-фосфофрукто-2-кіназу, фермент, який генерує фруктозо-2,6-бісфосфат, потужний алостеричний активатор ключового гліколітичного ферменту 6-фосфофрукто-1-кінази. Глюкоза може зберігатися в астроцитах у формі глікогену. G6P перетворюється на глікоген за допомогою глікогенсинтази. АМФК може блокувати синтез глікогену, фосфорилюючи глікогенсинтазу. На останньому етапі гліколізу піруват потрапляє в мітохондрії, де відбувається його подальший метаболізм у циклі трикарбонових кислот. Під впливом лактатдегідрогенази 1 піруват також може перетворитися на лактат. Модель астроцитарно-нейронного лактатного шлюзу базується на вивільненні глутамату (Glu), викликаному нейрональною активністю, у позаклітинний простір, поглинанні GLU астроцитами через транспортери GLT-1 або GLAST, стимуляції гліколізу астроцитів, потенційно шляхом збільшення іонів Na⁺, які транспортуються в астроцити разом з GLU, з наступною активацією ферменту Na⁺-K⁺-АТФази. Активація ферменту Na⁺K⁺-АТФази призводить до зменшення відношення АТФ / АДФ, що спричиняє активацію АМФК і стимулює гліколіз. Отриманий у результаті гліколізу астроцитарний лактат вивільняється в нейрони через транспортери монокарбонової кислоти. Глюкоза в нейронах надходить через GLUT3 і спрямовується на пентозофосфатний шлях або метаболізується в циклі трикарбонових кислот.

Екзоцитоз GLUT4, регульований АМФК, є необхідною умовою для належного функціонування синапсів [71]. У попередніх дослідженнях відмічалося зниження рівня білків GLUT1 та GLUT3 у головному мозку пацієнта з хворобою Альцгеймера [89], що може бути причиною порушення поглинання / метаболізму глюкози в головному мозку та нейродегенерації, пов’язаної із хворобою Альцгеймера.

Нарешті, слід відзначити, що активація АМФК сприяє збільшенню кількості транспортерів глюкози на плазматичній мембрані незалежно від механізмів транслокації [90, 91]. Отже, здатність АМФК посилювати поглинання глюкози через ізоформи GLUT регулюється як сигнальними, так і клітинноспецифічними механізмами.

Роль АМФК у катаболізмі глюкози й утворенні АТФ

Первинний і вторинний шляхи катаболізму глюкози забезпечують енергію для нормального функціонування головного мозку, слугують будівельними блоками його структури та виконують захисну роль, запобігаючи оксидативному стресу й утворенню токсичних продуктів неспецифічних ферментативних реакцій. У нормальних фізіологічних умовах глюкоза є основним джерелом енергії для головного мозку, а процес її катаболізму характерний для нейронів і глії. АМФК може фосфорилювати та активувати 6-фосфофрукто-2-кіназу, фермент, який генерує фруктозо-2,6-бісфосфат, потужний алостеричний активатор ключового гліколітичного ферменту 6-фосфофрукто-1-кінази. Однак цей ефект залежить від типу клітини, оскільки лише ізоформи 6-фосфофрукто-2-кінази, PFKFB2 або PFKFB3, які не експресуються повсюдно, є прямими мішенями для АМФК [92, 93]. Зокрема, нейрони мають нижчий рівень гліколізу, ніж астроцити, і за стресових умов їх здатність активізувати цей процес обмежена низькою активністю Pfkfb3 [94]. З іншого боку, АМФК стимулює гліколіз в астроцитах шляхом фосфорилювання PFKFB3, що, своєю чергою, впливає на активність PFK1 [95]. Крім того, аналіз потоку 13C у нейронах показав, що роль пентозофосфатного шляху в метаболізмі глюкози може бути значно важливішою, ніж це вважалося раніше [96]. Оскільки енергозабезпечення нейронів частково здійснюється через глію, ефективний гліальний механізм гліколізу перетворює глюкозу на лактат і транспортує його до нейронів для вироблення АТФ через нейрональний цикл трикарбонових кислот (див. рис. 2). Ця концепція енергетичної компартменталізації відома як гіпотеза астроцитарно-нейронного лактатного шлюзу (АНЛШ). Гіпотеза АНЛШ викликає суперечки, особливо щодо того, яку роль лактатний шлюз відіграє в постачанні енергії нейронам [97]. Дані, отримані in vivo, вказують на те, що недостатнє вироблення лактату в астроцитах з відсутністю АМФК спричиняє втрату нейронів [18]. Це підтверджує дані нашого попереднього дослідження про роль АМФК у регуляції транскрипції гліколізу в клітинах астроцитоми людини [98].

Глікогеновий шунт у головному мозку, що включає циклічний обмін Glc-6-P з глікогеном, є складним і недостатньо вивченим процесом. Глікоген має здатність накопичуватися в головному мозку, і нещодавні дослідження виявили підвищений рівень глікогену в головному мозку щурів [99]. Мозковий глікоген міститься переважно в астроцитах, однак невелику його кількість виявляють у нейронах, разом із ферментами глікогенсинтазою та глікогенфосфорилазою [100]. Переміщення глікогену та лактату, отриманого з глюкози, від астроцитів до нейронів (АНЛШ) під час нейрональної активації, передачі сигналів та формування пам’яті є спірним питанням, для якого запропоновано декілька різних механізмів. Перевагою глікогенолізу є більший вихід АТФ порівняно з гліколізом. Наприклад, з Glc-6-P, отриманого з глікогену, утворюється три молекули АТФ, на відміну від двох молекул АТФ, що утворюються з Glc-6-P, отриманого з глюкози. Обіг глікогену є суворо регульованим процесом, а АМФК інгібує синтез глікогену шляхом фосфорилювання глікогенсинтази. Фосфорилювання ізоформ GYS1/GYS2 АМФК призводить до інактивації ферменту, знижуючи його спорідненість як з UDP-глюкозою, так і з Glc-6-P [101, 102]. Дані щодо блокади глікогенсинтази дозволили припустити, що глікоген є незамінним для пам’яті, навчання і посилення синаптичної передачі [103]. Результати цього дослідження підтверджують цей зв’язок між активністю АМФК і формуванням пам’яті. АТФ необхідний для синаптичної передачі незалежно від джерела його отримання. Нещодавно встановлено, що дефіцит енергії в пресинаптичних клітинах, спричинений активністю, можна подолати шляхом активації мітохондрій через енергетичний сигнальний шлях АМФК — PAK [104].

Інші функції АМФК у головному мозку

Хоча роль АМФК у регуляції метаболізму глюкози в головному мозку і процесах нейродегенерації добре вивчена, десятиліття наукової роботи свідчать про її вплив і на інші аспекти фізіології головного мозку. У цьому огляді ми надаємо короткий аналіз ключової ролі гіпоталамічної АМФК в опосередкуванні гормональної регуляції споживання їжі та адаптивного термогенезу.

Роль гіпоталамічної АМФК у регуляції споживання їжі

Гіпоталамус є ключовим регулятором споживання їжі та енергетичного балансу. Нейрони гіпоталамуса реагують на різні нейроендокринні та метаболічні сигнали і координують відповідь організму на коливання споживання енергії. Ретельні дослідження, проведені в лабораторіях Барбари Кан і Керолайн Смолл (Barbara Kahn and Caroline Small), показали, що гіпоталамічна АМФК бере участь у модуляції енергетичного балансу, відіграючи важливу роль у регуляції споживання їжі [65, 66]. У гіпоталамусі АМФК піддається фізіологічній регуляції, при цьому споживання їжі знижує її активність, а голодування підвищує [66]. В аркуатному ядрі та паравентрикулярному ядрі (ПВЯ) гіпоталамуса активність АМФК інгібується лептином, а в інших частинах гіпоталамуса — інсуліном, високим рівнем глюкози та відновленням споживання їжі. Крім того, активність АМФК в гіпоталамусі контролюється лептином і греліном, які чинять протилежний вплив на вживання їжі.

Ці фізіологічні дані узгоджуються із результатами використання генетичних моделей, що вказують на вирішальну роль гіпоталамічної АМФК у регуляції споживання їжі. Домінантнонегативна експресія АМФК у гіпоталамусі є достатньою для зменшення споживання їжі та маси тіла, тоді як конститутивно активна АМФК виявляє протилежний ефект [66]. Незважаючи на зв’язок АМФК з контролем споживання їжі, ці дослідження не дозволили отримати чітке уявлення про функцію АМФК у специфічних нейрональних популяціях гіпоталамуса. Ця специфічність підтверджена за допомогою генетично модифікованих мишей з дефіцитом АМФКα, зокрема, у ПОМК- або AgRP-експресуючих нейронах [17]. Делеція АМФКα у нейронах ПОМК призводила до зменшення витрат енергії та збільшення вираженості ожиріння, тоді як втрата АМФК у нейронах AgRP запобігала віковому ожирінню, посилюючи анорексигенний ефект меланокортину [17]. Нарешті, хронічна активація АМФК, що є наслідком мутації γ₂-субодиниці АМФК, призводить до гіперфагії, залежної від сигналів греліну, ожиріння та порушення секреції інсуліну острівцями Лангерганса. Крім того, АМФК, активуючи сигнальний шлях p21-активованої кінази (PAK) у нейронах AgRP, опосередковує спричинену голодуванням збудливу синаптичну пластичність, активацію нейронів та споживання їжі [105].

Виявилося, що багато гормонів взаємодіють з АМФК, що опосередковує їхні анорексигенні та орексигенні ефекти в центральній нервовій системі. Відомо, що анорексигенні сигнали, зокрема лептин, інсулін і глюкоза, знижують активність АМФК, тоді як орексигенні сигнали, такі як грелін і гіпоглікемія, стимулюють її. Хоча АМФК вважається «метаболічним сенсором», що контролює загальне споживання калорій, шлях АМФК у гіпоталамусі також може визначати вибір між вуглеводами та жирами. Нещодавнє дослідження групи Minokoshi показало, що завдяки активації АМФК підгрупа кортикотропін-рилізинг-гормон (КРГ)-позитивних нейронів у гіпоталамусі відіграє ключову роль у виборі між продуктами, збагаченими вуглеводами або жирами [106]. Роль гіпоталамічної АМФК у регуляції гормонального контролю споживання їжі детально розглянута в інших роботах [107].

Роль гіпоталамічної АМФК у регуляції термогенезу

Встановлено, що в гіпоталамусі АМФК інтегрує периферичні гормональні сигнали для модуляції обох аспектів енергетичного балансу, а саме споживання їжі та витрати енергії [108].

Активація АМФК одночасно зменшує витрати енергії шляхом обмеження симпатичного відтоку до бурої жирової тканини і зниження теплової толерантності, пов’язаної з термогенезом, з метою досягнення енергетичного балансу. Останні дані свідчать про те, що бежеве забарвлення жирової тканини і адаптивний термогенез регулюються численними гормональними факторами шляхом інгібування АМФК у гіпоталамусі.

Лептин відомий своїм пригнічувальним впливом на активність АМФК у гіпоталамусі, а інгібування протеїнтирозинфосфатази 1B (PTP1B) посилює передачу сигналів лептину і знижує активність АМФК у гіпоталамусі. Це, своєю чергою, змінює експресію гіпоталамічного нейропептиду і призводить до змін у нейронній передачі сигналів у скелетних м’язах і бурій жировій тканині (БЖТ) [109]. На додаток до гіпоталамуса, щитоподібна залоза також є ключовим модулятором як енергетичного балансу, так і ліпідного обміну. Гіпертиреоз спричиняє гіперметаболічний стан, що характеризується підвищеними енергетичними витратами і зменшенням маси тіла, навіть при вираженій гіперфагії [110]. Кілька основоположних досліджень лабораторії Мігеля Лопеса (Miguel López) показали, що введення 3,3’,5-трийодтироніну (тиреоїдного гормону Т3) у вентромедіальне ядро (ВМЯ) гіпоталамуса додатково активує симпатичну нервову систему шляхом інгібування фосфорилювання АМФК і, що важливо, посилює симпатичне збудження в бурому жирі [110–112]. Центральна блокада компенсаційної активації термогенезу БЖТ та, ймовірно, потемніння білої жирової тканини, очевидно, здійснюються через АМФК-залежний механізм [113]. Глюкагоноподібний пептид-1 (ГПП-1), що секретується L-клітинами кишечнику, збільшує вивільнення інсуліну і знижує секрецію глюкагону у відповідь на навантаження поживними речовинами [114]. Зниження активності АМФК у ВМЯ за допомогою центральної доставки ліраглутиду, аналога ГПП-1 тривалої дії, стимулює термогенез БЖТ і потемніння адипоцитів у мишей, незалежно від спожитих поживних речовин [115]. Естрогени чинять вплив на енергетичний баланс через центральні та периферичні механізми. Центральне введення естрадіолу (E2) інгібує АМФК через рецептор естрогену альфа (ERα) у ВМЯ, що призводить до активації термогенезу в БЖТ незалежно від споживання їжі [116]. Індукція кісткових морфогенетичних білків (КМБ) нутритивними і термогенними факторами у зрілій БЖТ забезпечує регуляцію енергетичного балансу у взаємодії із гіпоталамічною АМФК [117]. Як показано на рис. 3, значення АМФК в гіпоталамусі для регулювання термогенезу та споживання їжі проявляється в тому, що центральні ТГ, ГПП-1, E2, BMP8B і лептин активують термогенез БЖТ.

Рисунок 3. АМФК у гіпоталамусі регулює енергетичний гомеостаз і термогенез всього тіла

Гормони та поживні речовини, що регулюють споживання їжі, змінюють активність АМФК у гіпоталамусі. Інгібування гіпоталамічної АМФК призводить до зменшення споживання їжі, тоді як активація збільшує. У стані голодування адипонектин підвищує і стимулює активність АМФК в аркуатному ядрі (АРЯ), що призводить до індукції споживання їжі та зменшення витрат енергії. Грелін викликає активацію АМФК як у вентрамедіальному ядрі (ВМЯ) гіпоталамуса, так і в АРЯ. З іншого боку, центральна дія естрадіолу у ВМЯ гіпоталамуса забезпечує інгібування активності АМФК, що призводить до зменшення споживання їжі та збільшення витрат енергії через симпатичну нервову систему. Подібним чином лептин також інгібує активність АМФК в АРЯ і паравентрикулярному ядрі (ПВЯ), у такий спосіб впливаючи на споживання їжі та масу тіла. Інсулін є потужним анорексигенним гормоном, який знижує активність АМФК у всіх ділянках гіпоталамічного АРЯ / ВМЯ і ПВЯ. Глюкагоноподібний пептид-1 (ГПП-1) знижує споживання їжі шляхом інгібування активності АМФК у гіпоталамусі й відіграє ключову роль у термогенезі бурої жирової тканини (БЖТ) та перетворенні білої жирової тканини на буру. Тиреоїдний гормон, трийодтиронін (Т3), інактивує АМФК, стимулює ліпогенез de novo в гіпоталамусі та активує БЖТ через симпатичну нервову систему, що призводить до зменшення маси тіла. Нарешті, периферичні сигнали, такі як тиреоїдний гормон, ГПП-1, естрадіол, кісткові морфогенетичні білки і лептин, можуть впливати на ВМЯ, знижуючи фосфорилювання АМФК, що, своєю чергою, стимулює термогенез БЖТ і потемніння білої жирової тканини через активацію симпатичної нервової системи, що зумовлює зменшення маси тіла.

Висновок

Індуковане АМФК посилення гліколізу під час активації нейронів викликає значний інтерес, оскільки пов’язане із клітинною основою енергетичного балансу, обігом глікогену в астроцитах, переміщенням лактату і механізмами консолідації пам’яті. Тепер зрозуміло, що АМФК контролює гомеостаз енергії головного мозку на кількох рівнях. Завдяки постійному вимірюванню клітинної енергії та стану поживних речовин АМФК має здатність сприяти адаптації нейронів до стресу. Хоча питання про те, чи виявляє АМФК нейропротекторний або нейротоксичний ефект, залишається дискусійним, ми довели, що завдяки регуляції TXNIP в астроцитах АМФК опосередковує гліколіз і вироблення лактату, що є необхідним для ефективного метаболізму нейронної енергії в головному мозку дорослої людини. За даними кількох досліджень, механізми визначення рівня глюкози в головному мозку є ключовими для виявлення змін у локальному та системному рівнях глюкози, що необхідно для підтримки гомеостазу в нормальних фізіологічних умовах. Наразі відомо, що швидкість утилізації глюкози на регіональному, клітинному та субклітинному рівнях головного мозку не є однорідною і регулюється, принаймні частково, за допомогою сигнального шляху АМФК. Попри високу окиснювальну здатність астроцитів швидкість окиснення глюкози в нейронах є вищою, ніж в астроцитах. Хоча АМФК-опосередкована гліколітична регуляція достатньо досліджена, її роль у посиленні пентозного шунту залишається незрозумілою. Метаболізм глікогену є цікавим питанням, оскільки глікоген відіграє ключову роль в енергетичному балансі головного мозку, навіть коли рівень глюкози знаходиться в межах норми. Глікоген здебільшого накопичується в астроцитах, а його обмін регулюється фосфорилюванням глікогенсинтази, яке відбувається за участю АМФК. Останнім часом з’являється все більше інформації про важливі функції глікогену в головному мозку, включно із його участю у нейротрансмісії та когнітивній обробці.

За останнє десятиліття досягнуто значного прогресу в ідентифікації субстратів АМФК, які виконують роль ефекторів у клітинній відповіді на дефіцит енергії. Систематичне дослідження субстратів АМФК дасть змогу отримати глибоке розуміння механізмів, що лежать в основі переходу клітин від анаболічного стану росту до катаболічного стану за умови обмеження поживних речовин.

Глюкофаж^® і Глюкофаж^® XR — оригінальні препарати метформіну з клінічним досвідом застосування протягом >65 років. Серед великої кількості метформінвмісних препаратів на вітчизняному фармацевтичному ринку на особливу увагу заслуговують лікарські засоби компанії Acino — звичайний метформін (Глюкофаж^®) і препарат пролонгованого вивільнення (Глюкофаж^® XR). Глюкофаж^® і Глюкофаж^® XR чинять антигіперглікемічний ефект за рахунок декількох механізмів: зменшення продукування глюкози в печінці, зміна обміну глюкози та мікробіому кишечнику, активація АМФК та транспортної здатністі усіх типів мембранних переносників глюкози (GLUT). Слід зауважити, що Глюкофаж^® XR — оригінальний препарат, показаний не тільки для лікування цукрового діабету 2-го типу, але і для його профілактики.

UA-GLUC-PUB-022025-079

Список використаної літератури

1. Xue B, Kahn BB (2006) AMPK integrates nutrient and hormonal signals to regulate food intake and energy balance through effects in the hypothalamus and peripheral tissues. J Physiol (Lond) 574(Pt 1), 73-83.
2. Grahame Hardie D (2014) AMP-activated protein kinase: a key regulator of energy balance with many roles in human disease. J Intern Med 276, 543-559.
3. Kuramoto N, Wilkins ME, Fairfax BP et al. (2007) Phosphodependent functional modulation of GABA(B) receptors by the metabolic sensor AMP-dependent protein kinase. Neuron 53, 233-247.
4. Lee JH, Koh H, Kim M et al. (2007) Energy-dependent regulation of cell structure by AMP-activated protein kinase. Nature 447, 1017-1020.
5. Baena-González E, Rolland F, Thevelein JM, Sheen J (2007) A central integrator of transcription networks in plant stress and energy signalling. Nature 448, 938-942.
6. Tschäpe J-A, Hammerschmied C, Mühlig-Versen M et al. (2002) The neurodegeneration mutant löchrig interferes with cholesterol homeostasis and Appl processing. EMBO J 21, 6367-6376.
7. Spasić MR, Callaerts P, Norga KK (2008) Drosophila alicorn is a neuronal maintenance factor protecting against activity-induced retinal degeneration. J Neurosci 28, 6419-6429.
8. Culmsee C, Monnig J, Kemp BE, Mattson MP (2001) AMP-activated protein kinase is highly expressed in neurons in the developing rat brain and promotes neuronal survival following glucose deprivation. J Mol Neurosci 17, 45-58.
9. Mair W, Morantte I, Rodrigues APC et al. (2011) Lifespan extension induced by AMPK and calcineurin is mediated by CRTC-1 and CREB. Nature 470, 404-408.
10. Stenesen D, Suh JM, Seo J et al. (2013) Adenosine nucleotide biosynthesis and AMPK regulate adult life span and mediate the longevity benefit of caloric restriction in flies. Cell Metab 17, 101-112.
11. Dasgupta B, Milbrandt J (2007) Resveratrol stimulates AMP kinase activity in neurons. Proc Natl Acad Sci USA 104, 7217-7222.
12. Valenzano DR, Terzibasi E, Genade T et al. (2006) Resveratrol prolongs lifespan and retards the onset of age-related markers in a short-lived vertebrate. Curr Biol 16, 296-300.
13. Martin-Montalvo A, Mercken EM, Mitchell SJ et al. (2013) Metformin improves healthspan and lifespan in mice. Nat Commun 4, 2192.
14. Salminen A, Kaarniranta K, Kauppinen A (2016) Age-related changes in AMPK activation: role for AMPK phosphatases and inhibitory phosphorylation by upstream signaling pathways. Ageing Res Rev 28, 15-26.
15. Burdakov D, Luckman SM, Verkhratsky A (2005) Glucose-sensing neurons of the hypothalamus. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci 360, 2227-2235.
16. Lee YS, Challis BG, Thompson DA et al. (2006) A POMC variant implicates beta-melanocyte-stimulating hormone in the control of human energy balance. Cell Metab 3, 135-140.
17. Claret M, Smith MA, Batterham RL et al. (2007) AMPK is essential for energy homeostasis regulation and glucose sensing by POMC and AgRP neurons. J Clin Invest 117, 2325-2336.
18. Muraleedharan R, Gawali MV, Tiwari D et al. (2020) AMPK-regulated astrocytic lactate shuttle plays a non-cell-autonomous role in neuronal survival. Cell Rep 32, 108092.
19. Ferrer A, Caelles C, Massot N, Hegardt FG (1985) Activation of rat liver cytosolic 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase kinase by adenosine 5’-monophosphate. Biochem Biophys Res Commun 132, 497-504.
20. Carling D, Zammit VA, Hardie DG (1987) A common bicyclic protein kinase cascade inactivates the regulatory enzymes of fatty acid and cholesterol biosynthesis. FEBS Lett 223, 217-222.
21. Davies SP, Hawley SA, Woods A et al. (1994) Purification of the AMP-activated protein kinase on ATP-gamma-sepharose and analysis of its subunit structure. Eur J Biochem 223, 351-357.
22. Ross FA, MacKintosh C, Hardie DG (2016) AMP-activated protein kinase: a cellular energy sensor that comes in 12 flavours. FEBS J 283, 2987-3001.
23. Mitchelhill KI, Stapleton D, Gao G et al. (1994) Mammalian AMP-activated protein kinase shares structural and functional homology with the catalytic domain of yeast Snf1 protein kinase. J Biol Chem 269, 2361-2364.
24. Pan DA, Hardie DG (2002) A homologue of AMP-activated protein kinase in Drosophila melanogaster is sensitive to AMP and is activated by ATP depletion. Biochem J 367(Pt 1), 179-186.
25. Dasgupta B, Chhipa RR (2016) Evolving lessons on the complex role of AMPK in normal physiology and cancer. Trends Pharmacol Sci 37, 192-206.
26. Crute BE, Seefeld K, Gamble J et al. (1998) Functional domains of the alpha1 catalytic subunit of the AMP-activated protein kinase. J Biol Chem 273, 35347-35354.
27. Vincent O, Townley R, Kuchin S, Carlson M (2001) Subcellular localization of the Snf1 kinase is regulated by specific beta subunits and a novel glucose signaling mechanism. Genes Dev 15, 1104-1114.
28. Wojtaszewski JFP, Birk JB, Frøsig C et al. (2005) 5’AMP activated protein kinase expression in human skeletal muscle: effects of strength training and type 2 diabetes. J Physiol (Lond) 564(Pt 2), 563-573.
29. Xiao B, Sanders MJ, Carmena D et al. (2013) Structural basis of AMPK regulation by small molecule activators. Nat Commun 4, 3017.
30. Xiao B, Sanders MJ, Underwood E et al. (2011) Structure of mammalian AMPK and its regulation by ADP. Nature 472, 230-233.
31. Kurumbail RG, Calabrese MF (2016) Structure and regulation of AMPK. Exp Suppl 107, 3-22.
32. Carling D (2017) AMPK signalling in health and disease. Curr Opin Cell Biol 45, 31-37.
33. Hawley SA, Selbert MA, Goldstein EG (1995) 50-AMP activates the AMP-activated protein kinase cascade, and Ca2+/calmodulin activates the calmodulin-dependent protein kinase I cascade, via three independent mechanisms. J Biol Chem 270, 27186-27191.
34. Hawley SA, Pan DA, Mustard KJ et al. (2005) Calmodulin-dependent protein kinase kinase-beta is an alternative upstream kinase for AMP-activated protein kinase. Cell Metab 2, 9-19.
35. Momcilovic M, Hong S-P, Carlson M (2006) Mammalian TAK1 activates Snf1 protein kinase in yeast and phosphorylates AMP-activated protein kinase in vitro. J Biol Chem 281, 25336-25343.
36. Xie M, Zhang D, Dyck JRB et al. (2006) A pivotal role for endogenous TGF-beta-activated kinase-1 in the LKB1/AMP-activated protein kinase energy-sensor pathway. Proc Natl Acad Sci USA 103, 17378-17383.
37. Davies SP, Helps NR, Cohen PT, Hardie DG (1995) 5’-AMP inhibits dephosphorylation, as well as promoting phosphorylation, of the AMP-activated protein kinase. Studies using bacterially expressed human protein phosphatase-2C alpha and native bovine protein phosphatase-2AC. FEBS Lett 377, 421-425.
38. Zhang C-S, Hawley SA, Zong Y et al. (2017) Fructose-1,6-bisphosphate and aldolase mediate glucose sensing by AMPK. Nature 548, 112-116.
39. Salt IP, Johnson G, Ashcroft SJ, Hardie DG (1998) AMP-activated protein kinase is activated by low glucose in cell lines derived from pancreatic beta cells, and may regulate insulin release. Biochem J 335(Pt 3), 533-539.
40. Zhang C-S, Jiang B, Li M et al. (2014) The lysosomal v-ATPase-ragulator complex is a common activator for AMPK and mTORC1, acting as a switch between catabolism and anabolism. Cell Metab 20, 526-540.
41. Pinkosky SL, Scott JW, Desjardins EM et al. (2020) Long-chain fatty acyl-CoA esters regulate metabolism via allosteric control of AMPK β1 isoforms. Nat Metab 2, 873-881.
42. Hurley RL, Barré LK, Wood SD et al. (2006) Regulation of AMP-activated protein kinase by multisite phosphorylation in response to agents that elevate cellular cAMP. J Biol Chem 281, 36662-36672.
43. Horman S, Vertommen D, Heath R et al. (2006) Insulin antagonizes ischemia-induced Thr172 phosphorylation of AMP-activated protein kinase alpha-subunits in heart via hierarchical phosphorylation of Ser485/491. J Biol Chem 281, 5335-5340.
44. Heathcote HR, Mancini SJ, Strembitska A et al. (2016) Protein kinase C phosphorylates AMP-activated protein kinase a1 Ser487. Biochem J 473, 4681-4697.
45. Fu X, Wan S, Lyu YL et al. (2008) Etoposide induces ATM-dependent mitochondrial biogenesis through AMPK activation. PLoS One 3, e2009.
46. Li S, Lavagnino Z, Lemacon D et al. (2019) Ca2+-stimulated AMPK-dependent phosphorylation of Exo1 protects stressed replication forks from aberrant resection. Mol Cell 74, 1123-1137.e6.
47. Sanli T, Rashid A, Liu C et al. (2010) Ionizing radiation activates AMP-activated kinase (AMPK): a target for radiosensitization of human cancer cells. Int J Radiat Oncol Biol Phys 78, 221-229.
48. Hardie DG (2011) AMP-activated protein kinase: a cellular energy sensor with a key role in metabolic disorders and in cancer. Biochem Soc Trans 39, 1-13.
49. Polekhina G, Gupta A, Michell BJ et al. (2003) AMPK beta subunit targets metabolic stress sensing to glycogen. Curr Biol 13, 867-871.
50. Iseli TJ, Walter M, van Denderen BJW et al. (2005) AMP-activated protein kinase beta subunit tethers alpha and gamma subunits via its C-terminal sequence (186-270). J Biol Chem 280, 13395-13400.
51. McBride A, Ghilagaber S, Nikolaev A, Hardie DG (2009) The glycogen-binding domain on the AMPK beta subunit allows the kinase to act as a glycogen sensor. Cell Metab 9, 23-34.
52. Reihill JA, Ewart M-A, Hardie DG, Salt IP (2007) AMP-activated protein kinase mediates VEGF-stimulated endothelial NO production. Biochem Biophys Res Commun 354, 1084-1088.
53. Dite TA, Ling NXY, Scott JW et al. (2017) The autophagy initiator ULK1 sensitizes AMPK to allosteric drugs. Nat Commun 8, 571.
54. Williams T, Courchet J, Viollet B, Brenman JE & Polleux F (2011) AMP-activated protein kinase (AMPK) activity is not required for neuronal development but regulates axogenesis during metabolic stress. Proc Natl Acad Sci USA 108, 5849-5854.
55. Amato S, Liu X, Zheng B et al. (2011) AMP-activated protein kinase regulates neuronal polarization by interfering with PI 3-kinase localization. Science 332, 247-251.
56. Ramamurthy S, Chang E, Cao Y et al. (2014) AMPK activation regulates neuronal structure in developing hippocampal neurons. Neuroscience 14, 13-24.
57. Ullah I, Ullah N, Naseer MI et al. (2012) Neuroprotection with metformin and thymoquinone against ethanol-induced apoptotic neurodegeneration in prenatal rat cortical neurons. BMC Neurosci 19, 11.
58. Liu X, Chhipa RR, Pooya S et al. (2014) Discrete mechanisms of mTOR and cell cycle regulation by AMPK agonists independent of AMPK. Proc Natl Acad Sci USA 111, E435-E444.
59. McCullough LD, Zeng Z, Li H et al. (2005) Pharmacological inhibition of AMP-activated protein kinase provides neuroprotection in stroke. J Biol Chem 280, 20493-20502.
60. Nakatsu Y, Kotake Y, Hino A, Ohta S (2008) Activation of AMP-activated protein kinase by tributyltin induces neuronal cell death. Toxicol Appl Pharmacol 230, 358-363.
61. Eom J-W, Lee J-M, Koh J-Y, Kim Y-H (2016) AMP-activated protein kinase contributes to zinc-induced neuronal death via activation by LKB1 and induction of Bim in mouse cortical cultures. Mol Brain 9, 14.
62. Kong G, Zhou L, Serger E et al. (2020) AMPK controls the axonal regenerative ability of dorsal root ganglia sensory neurons after spinal cord injury. Nat Metab 2, 918-933.
63. Domise M, Sauvé F, Didier S et al. (2019) Neuronal AMP-activated protein kinase hyper-activation induces synaptic loss by an autophagy-mediated process. Cell Death Dis 10, 221.
64. Tuerk RD, Thali RF, Auchli Y et al. (2007) New candidate targets of AMP-activated protein kinase in murine brain revealed by a novel multidimensional substrate-screen for protein kinases. J Proteome Res 6, 3266-3277.
65. Andersson U, Filipsson K, Abbott CR et al. (2004) AMP-activated protein kinase plays a role in the control of food intake. J Biol Chem 279, 12005-12008.
66. Minokoshi Y, Alquier T, Furukawa N et al. (2004) AMP-kinase regulates food intake by responding to hormonal and nutrient signals in the hypothalamus. Nature 428, 569-574.
67. Kim M-S, Park J-Y, Namkoong C et al. (2004) Anti-obesity effects of alpha-lipoic acid mediated by suppression of hypothalamic AMP-activated protein kinase. Nat Med 10, 727-733.
68. Ju TC, Chen HM, Lin JT et al. (2011) Nuclear translocation of AMPK-α1 potentiates striatal neurodegeneration in Huntington’s disease. J Cell Biol 194, 209-227.
69. Tsai PT, Hull C, Chu Y et al. (2012) Autistic-like behaviour and cerebellar dysfunction in Purkinje cell Tsc1 mutant mice. Nature 488, 647-651.
70. Muraleedharan R, Nardini D, Waclaw RR, Dasgupta B (2021) Analysis of reactive astrogliosis in mouse brain using in situ hybridization combined with immunohistochemistry. STAR Protoc 2, 100375.
71. Ashrafi G, Wu Z, Farrell RJ, Ryan TA (2017) GLUT4 mobilization supports energetic demands of active synapses. Neuron 93, 606-615.e3.
72. Simpson IA, Carruthers A, Vannucci SJ (2007) Supply and demand in cerebral energy metabolism: the role of nutrient transporters. J Cereb Blood Flow Metab 27, 1766-1791.
73. Navale AM, Paranjape AN (2016) Glucose transporters: physiological and pathological roles. Biophys Rev 8, 5-9.
74. Vannucci SJ, Clark RR, Koehler-Stec E et al. (1998) Glucose transporter expression in brain: relationship to cerebral glucose utilization. Dev Neurosci 20, 369-379.
75. Winder WW, Hardie DG (1996) Inactivation of acetyl-CoA carboxylase and activation of AMP-activated protein kinase in muscle during exercise. Am J Physiol 270(2 Pt 1), E299-E304.
76. Hutber CA, Hardie DG, Winder WW (1997) Electrical stimulation inactivates muscle acetyl-CoA carboxylase and increases AMP-activated protein kinase. Am J Physiol 272(2 Pt 1), E262-E266.
77. Merrill GF, Kurth EJ, Hardie DG, Winder WW (1997) AICA riboside increases AMP-activated protein kinase, fatty acid oxidation, and glucose uptake in rat muscle. Am J Physiol 273, E1107-E1112.
78. Russell RR, Bergeron R, Shulman GI, Young LH (1999) Translocation of myocardial GLUT-4 and increased glucose uptake through activation of AMPK by AICAR. Am J Physiol 277, H643-H649.
79. Taylor EB, An D, Kramer HF et al. (2008) Discovery of TBC1D1 as an insulin-, AICAR-, and contraction-stimulated signaling nexus in mouse skeletal muscle. J Biol Chem 283, 9787-9796.
80. Kim JH, Park J-M, Yea K et al. (2010) Phospholipase D1 mediates AMP-activated protein kinase signaling for glucose uptake. PLoS One 5, e9600.
81. O’Neill HM, Maarbjerg SJ, Crane JD et al. (2011) AMP-activated protein kinase (AMPK) beta1beta2 muscle null mice reveal an essential role for AMPK in maintaining mitochondrial content and glucose uptake during exercise. Proc Natl Acad Sci USA 108, 16092-16097.
82. Wu N, Zheng B, Shaywitz A et al. et al. (2013) AMPK-dependent degradation of TXNIP upon energy stress leads to enhanced glucose uptake via GLUT1. Mol Cell 49, 1167-1175.
83. Pehm0ller C, Treebak JT, Birk JB et al. (2009) Genetic disruption of AMPK signaling abolishes both contraction- and insulin-stimulated TBC1D1 phosphorylation and 14-3-3 binding in mouse skeletal muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab 297, E665-E675.
84. McClory H, Williams D, Sapp E et al. (2014) Glucose transporter 3 is a rab11-dependent trafficking cargo and its transport to the cell surface is reduced in neurons of CAG140 Huntington’s disease mice. Acta Neuropathol Commun 20, 179.
85. Weisová P, Concannon CG, Devocelle M et al. (2009) Regulation of glucose transporter 3 surface expression by the AMP-activated protein kinase mediates tolerance to glutamate excitation in neurons. J Neurosci 29, 2997-3008.
86. Ferreira JM, Burnett AL, Rameau GA (2011) Activity-dependent regulation of surface glucose transporter-3. J Neurosci 31, 1991-1999.
87. Han F, Li C-F, Cai Z et al. (2018) The critical role of AMPK in driving Akt activation under stress, tumorigenesis and drug resistance. Nat Commun 9, 4728.
88. Dai W, Xu Y, Mo S et al. (2020) GLUT3 induced by AMPK/CREB1 axis is key for withstanding energy stress and augments the efficacy of current colorectal cancer therapies. Signal Transduct Target Ther 5, 177.
89. Simpson IA, Chundu KR, Davies-Hill T et al. (1994) Decreased concentrations of GLUT1 and GLUT3 glucose transporters in the brains of patients with Alzheimer’s disease. Ann Neurol 35, 546-551.
90. Abbud W, Habinowski S, Zhang JZ et al. (2000) Stimulation of AMP-activated protein kinase (AMPK) is associated with enhancement of Glut1-mediated glucose transport. Arch Biochem Biophys 380, 347-352.
91. Barnes K, Ingram JC, Porras OH et al. (2002) Activation of GLUT1 by metabolic and osmotic stress: potential involvement of AMP-activated protein kinase (AMPK). J Cell Sci 115(Pt 11), 2433-2442.
92. Marsin AS, Bertrand L, Rider MH, Deprez J, Beauloye C, Vincent MF, Van den Berghe G, Carling D & Hue L (2000) Phosphorylation and activation of heart PFK-2 by AMPK has a role in the stimulation of glycolysis during ischaemia. Curr Biol 10, 1247-1255.
93. Marsin A-S, Bouzin C, Bertrand L, Hue L (2002) The stimulation of glycolysis by hypoxia in activated monocytes is mediated by AMP-activated protein kinase and inducible 6-phosphofructo-2-kinase. J Biol Chem 277, 30778-30783.
94. Herrero-Mendez A, Almeida A, Fernández E et al. (2009) The bioenergetic and antioxidant status of neurons is controlled by continuous degradation of a key glycolytic enzyme by APC/C-Cdh1. Nat Cell Biol 11, 747-752.
95. Bando H, Atsumi T, Nishio T et al. (2005) Phosphorylation of the 6-phosphofructo-2-kinase/ fructose 2,6-bisphosphatase/PFKFB3 family of glycolytic regulators in human cancer. Clin Cancer Res 11, 5784-5792.
96. Gebril HM, Avula B, Wang Y-H et al. (2016) (13)C metabolic flux analysis in neurons utilizing a model that accounts for hexose phosphate recycling within the pentose phosphate pathway. Neurochem Int 93, 26-39.
97. Yellen G (2018) Fueling thought: Management of glycolysis and oxidative phosphorylation in neuronal metabolism. J Cell Biol 217, 2235-2246.
98. Chhipa RR, Fan Q, Anderson J et al. (2018) AMP kinase promotes glioblastoma bioenergetics and tumour growth. Nat Cell Biol 20, 823-835.
99. Swanson RA, Morton MM, Sagar SM, Sharp FR (1992) Sensory stimulation induces local cerebral glycogenolysis: demonstration by autoradiography. Neuroscience 51, 451-461.
100. Saez I, Duran J, Sinadinos C et al. (2014) Neurons have an active glycogen metabolism that contributes to tolerance to hypoxia. J Cereb Blood Flow Metab 34, 945-955.
101. Bultot L, Guigas B, Von Wilamowitz-Moellendorff A et al. (2012) AMP-activated protein kinase phosphorylates and inactivates liver glycogen synthase. Biochem J 443, 193-203.
102. J0rgensen SB, Nielsen JN, Birk JB et al. (2004) The alpha2-5’AMP-activated protein kinase is a site 2 glycogen synthase kinase in skeletal muscle and is responsive to glucose loading. Diabetes 53, 3074-3081.
103. Duran J, Saez I, Gruart A et al. (2013) Impairment in long-term memory formation and learning-dependent synaptic plasticity in mice lacking glycogen synthase in the brain. J Cereb Blood Flow Metab 33, 550-556.
104. Li S, Xiong G-J, Huang N, Sheng Z-H (2020) The cross-talk of energy sensing and mitochondrial anchoring sustains synaptic efficacy by maintaining presynaptic metabolism. Nat Metab 2, 1077-1095.
105. Kong D, Dagon Y, Campbell JN et al. (2016) A postsynaptic AMPK-p21-activated kinase pathway drives fasting-induced synaptic plasticity in AgRP neurons. Neuron 91, 25-33.
106. Okamoto S, Sato T, Tateyama M et al. (2018) Activation of AMPK-regulated CRH neurons in the PVH is sufficient and necessary to induce dietary preference for carbohydrate over fat. Cell Rep 22, 706-721.
107. Lopez M (2018) Hypothalamic AMPK and energy balance. Eur J Clin Invest 48, e12996.
108. López M, Nogueiras R, Tena-Sempere M, Diéguez C (2016) Hypothalamic AMPK: a canonical regulator of whole-body energy balance. Nat Rev Endocrinol 12, 421-432.
109. Xue B, Pulinilkunnil T, Murano I et al. (2009) Neuronal protein tyrosine phosphatase 1B deficiency results in inhibition of hypothalamic AMPK and isoform-specific activation of AMPK in peripheral tissues. Mol Cell Biol 29, 4563-4573.
110. López M, Varela L, Vazquez MJ et al. (2010) Hypothalamic AMPK and fatty acid metabolism mediate thyroid regulation of energy balance. Nat Med 16, 1001-1008.
111. Martínez-Sánchez N, Seoane-Collazo P, Contreras C et al. (2017) Hypothalamic AMPK-ER stress-JNK1 axis mediates the central actions of thyroid hormones on energy balance. Cell Metab 26, 212-229.e12.
112. Martínez-Sanchez N, Moreno-Navarrete JM, Contreras C et al. (2017) Thyroid hormones induce browning of white fat. J Endocrinol 232, 351-362.
113. Gachkar S, Oelkrug R, Martinez-Sanchez N et al. (2017) 3-iodothyronamine induces tail vasodilation through central action in male mice. Endocrinology 158, 1977-1984.
114. Mojsov S, Weir GC, Habener JF (1987) Insulinotropin: glucagon-like peptide I (7-37) coencoded in the glucagon gene is a potent stimulator of insulin release in the perfused rat pancreas. J Clin Invest 79, 616-619.
115. Beiroa D, Imbernon M, Gallego R et al. (2014) GLP-1 agonism stimulates brown adipose tissue thermogenesis and browning through hypothalamic AMPK. Diabetes 63, 3346-3358.
116. Martínez de Morentin PB, González-García I, Martins L et al. (2014) Estradiol regulates brown adipose tissue thermogenesis via hypothalamic AMPK. Cell Metab 20, 41-53.
117. Whittle AJ, Carobbio S, Martins L et al. (2012) BMP8B increases brown adipose tissue thermogenesis through both central and peripheral actions. Cell 149, 871-885.